王晓月，张珊珊，张欣珂，曹 鹏，张 波，何 非,

（1.中国农业大学食品科学与营养工程学院，葡萄与葡萄酒研究中心，农业农村部葡萄酒加工重点实验室，北京 100083；2.甘肃农业大学食品科学与工程学院，甘肃省葡萄与葡萄酒工程重点实验室，甘肃 兰州 730070）

颜色是红葡萄酒最直观的感官属性，一方面能够反映原料和酿造工艺的优劣，另一方面也是消费者选购时重要的参考指标[1]。红葡萄酒中主要的呈色化合物是花色苷，它的组成和含量影响葡萄酒的色泽特征[2-3]。但花色苷较不稳定，尤其是单体花色苷，在发酵、陈酿以及贮存过程中易受到光照、温度变化等环境因素的影响而发生降解[4-5]，从而影响颜色品质。因此，提升红葡萄酒颜色品质与颜色稳定性一直是葡萄酒领域关注和研究的重点。目前，利用葡萄酒的“辅色作用”改善颜色品质是一种新颖、科学、经济且绿色安全的方法[6]，花色苷分子与辅色素通过“π-π”疏水堆叠作用形成结构较为稳定的复合体，使花色苷在可见光谱区的光吸收增强，最大吸收波长向长波长方向移动，产生红移效应，这个现象称为辅色作用[7]，在葡萄酒中表现为色泽增强，酿造过程中色泽的稳定性提高。研究表明，在新鲜红葡萄酒中辅色作用产生的复合物大约贡献了30%～50%的颜色总量[7]。常见辅色素有：有机酸、氨基酸、核苷酸、金属离子、生物碱以及多酚等[8]，在红葡萄酒中，黄酮醇、酚酸等酚类物质是辅色素的主要来源。

黄酮醇是葡萄酒中重要的酚类物质，主要包括杨梅酮、山柰酚和槲皮素等，多以糖苷态的形式存在，虽然自身不表现红色，却能够与葡萄酒中的花色苷类物质发生辅色作用，对维持葡萄酒颜色的鲜艳饱满有重要的作用[9]。研究发现，在pH 3.5的反应体系下，槲皮素可与花色苷形成稳定性较高的色素复合体，并产生28 nm的红移变化[10]。Lambert等[11]在模拟红葡萄酒体系中添加黄酮醇和咖啡酸后发现颜色稳定性提高41%，色度增加46%。此外，在过去的几十年里，国内外研究者进行了许多有关辅色素的添加实验：向发酵液中添加儿茶素和咖啡酸[12]；发酵前添加芦丁和香豆酸[13]；浸渍时添加没食子酸和鞣花酸[14]；酿造过程中添加葡萄梗[15]和葡萄籽[16-17]等。这些研究结果证实，通过在发酵或陈酿时期添加辅色素，产生的辅色作用可以在一定程度上改善红葡萄酒的色度色调，并提高酒体颜色的稳定性。

相比于其他酚类物质，黄酮醇是较为理想的辅色素[18]，但由于受各种因素影响，红葡萄酒中黄酮醇类化合物含量较低，且随着陈酿的进行不断下降[19]，因此在一定程度上限制了其对于红葡萄酒颜色稳定性的贡献。此外，目前关于黄酮醇对葡萄酒的辅色作用研究多是在模拟红葡萄酒体系中或者小规模的酿造过程中进行，能够真正应用和指导实际酿造的研究较少。因此，本实验通过在发酵前外源添加杨梅酮、山柰酚和槲皮素3 种黄酮醇类辅色素，探究其辅色作用、酿造过程中引起的颜色品质和多酚组成的变化，以及长时间陈酿过程中其对颜色的保护作用，以期为葡萄酒酿造过程中黄酮醇类辅色素的应用提供一定的科学依据，并对实际生产提供一定的指导。

1 材料与方法

1.1 材料与试剂

‘赤霞珠’（Vitis viniferaL.‘Cabernet Sauvignon’）葡萄果实，于2014年采摘自宁夏回族自治区银川市贺兰山东麓张裕摩塞尔十五世酒庄葡萄生产基地（106.11°E，38.45°N），并在此地进行葡萄酒酿造。

乙醛、亚硫酸、无水乙醇、氯化钠（均为分析纯）北京化工厂；酒石酸（分析纯） 天津市津科精细化工研究所；乙腈、甲醇、乙酸、甲酸（均为色谱纯）美国Fisher公司；实验用水采用Milli-Q纯化水系统制得；杨梅酮、山柰酚、槲皮素（均为食品级，纯度＞95%）陕西慈缘生物科技有限公司；花色苷标准品（甲基花翠素-3-O-葡萄糖苷、花翠素-3-O-葡萄糖苷、甲基花青素-3-O-葡萄糖苷、二甲花翠素-3-O-葡萄糖苷）法国Extrasynthese公司；非花色苷酚类物质标准品（原儿茶酸、4-羟基苯甲酸、4-羟基肉桂酸） 美国Sigma-Aldrich公司；商业酵母（Lalvin clos）、商业乳酸菌（Oenococcus oeni31 Lalvin） 加拿大Lallemand公司。

1.2 仪器与设备

UV-2450紫外-可见分光光度计 日本岛津公司；1100系列高效液相色谱-离子阱质谱联用仪、1200系列高效液相色谱-6410B系列三重串联四极杆质谱联用仪、Poroshell 120 EC-C18色谱柱（150 mm×2.1 mm，2.7 μm）美国安捷伦科技有限公司；Kro-masil100-5 C18色谱柱（250 mm×4.6 mm，6.5 μm） 瑞典阿克苏诺贝尔公司；LX-X5震动式除梗一体机 新乡市领先轻工机械有限公司。

1.3 方法

1.3.1 葡萄酒发酵

葡萄果实在商业成熟后采收，去除霉烂果、叶片及生青果，经震动式除梗一体机除梗，再将充分成熟且健康的葡萄果实经机械破碎后，置于10 000 L不锈钢发酵罐（装填量为80%体积），向破碎后的葡萄醪液中添加60 mg/L SO2。于4 ℃条件下冷浸渍84 h后，向不同的发酵罐中分别添加杨梅酮、山柰酚和槲皮素，根据文献报道的辅色素最适添加比例和3 种辅色素的溶解度[7,20]，将添加量分别设为170、200 mg/L和150 mg/L，对照组不作任何添加。对照和3 种添加处理各有3 个生物学平行。随后，接入0.25 g/L的商业酵母启动乙醇发酵，期间温度控制在24～26 ℃范围内，每日进行3 次压帽循环操作，并每6 h左右测定温度、密度；乙醇发酵结束后接入商业乳酸菌Oenococcus oeni启动苹果酸-乳酸发酵，每周定期测定苹果酸、乳酸变化情况。苹果酸-乳酸发酵结束后皮渣分离，加入60 mg/L SO2之后分别置入225 L的橡木桶中进行周期12 个月的桶储，随后装瓶，继续进行12 个月的瓶储[16,21]。

根据发酵工艺，分别在乙醇发酵开始（冷浸渍结束）、乙醇发酵结束、苹果酸-乳酸发酵结束、桶储12 个月和瓶储12 个月时取样，每个取样点取样量为300 mL×3，取样后迅速置于-20 ℃冰箱保存，待测。

1.3.2 理化指标分析

葡萄酒乙醇体积分数、总糖、总酸、挥发酸和SO2等参照GB/T 15038—2006《葡萄酒、果酒通用分析方法》进行测定，使用pH计直接测定pH值，所有测定重复3 次。

1.3.3 花色苷的检测

采用高效液相色谱-离子阱质谱联用仪进行花色苷的检测[22]，酒样测定前经0.45 μm水系滤膜过滤。色谱柱型号Kromasil 100-5 C18；流动相A为水-甲酸-乙腈（92∶2∶6，V/V）；流动相B为水-甲酸-乙腈（44∶2∶54，V/V）。洗脱程序：0～18 min，90%～75% A，10%～25% B；18～20 min，75% A，25% B；20～30 min，75%～60% A，25%～40% B；30～35 min，60%～30% A，40%～70% B；35～40 min，30%～0% A，70%～100% B。流速1.0 mL/min，进样量30 μL，柱温50 ℃，检测波长525 nm。质谱采用电喷雾离子源，正离子模式，扫描范围：m/z100～1 000；雾化器压力35 psi；干燥气流速10 L/min；干燥气温度350 ℃。

依据本实验室建立的花色苷谱库，通过比对谱库中的质谱、光谱信息和保留时间进行定性。用各种花色苷标准品进行外标法定量，建立质量浓度为5～500 mg/L之间9 个水平、3 个重复的标准曲线，线性回归系数在0.999以上，所有花色苷均以对应单体花色苷质量浓度计算。

1.3.4 非花色苷酚的检测

采用高效液相色谱-三重串联四极杆质谱联用仪检测非花色苷酚[23]，样品测定前经0.45 μm水系滤膜过滤。色谱柱型号Poroshell 120 EC-C18；流动相A为水，流动相B为甲醇-乙腈（50∶50，V/V），A和B相都加了0.1%甲酸。洗脱程序：0～28 min，90%～54% A，10%～46% B；28～29 min，54%～90% A，46%～10% B；后运行程序5 min，流速0.4 mL/min，进样量5 μL，柱温55 ℃。质谱采用电喷雾离子源，负离子模式，喷雾电压4 kV，离子源温度150 ℃，干燥气温度350 ℃，流量12 L/h，雾化器压力35 psi，检测器为选择离子检测模式。样品的定性定量方法与1.3.3节花色苷方法类似。

1.3.5 辅色、游离及聚合花色苷比率的测定

参照Boulton[7]方法测定酒样中辅色、游离及聚合花色苷的比率。取2 mL酒样并调节其pH 3.60，加入20 μL 10%乙醛溶液，反应45 min；利用模拟葡萄酒溶液（12%乙醇溶液加入5 g/L酒石酸和0.2 mol/L氯化钠，并调节pH 3.60）稀释酒样20 倍；另取2 mL供试酒样，加入160 μL 6% SO2进行反应。测定以上3 种处理的酒样在520 nm波长处的吸光度，分别记为A0、A1、A2。样品中各比率计算如下：

1.3.6 CIELab颜色空间测定

采用CIELab颜色评价系统进行颜色分析，以参数L*、a*、b*表示葡萄酒颜色的色度和色调。其中，L*反映葡萄酒的亮度值（L*=0，黑色；L*=100，无色），与颜色深浅呈负相关；＋a*/-a*分别表示红色和绿色色调，＋b*/-b*分别表示黄色和蓝色色调，a*和b*值均与色调多少呈正相关[2]，颜色差异用ΔE*表示。

以蒸馏水为空白对照，酒样经0.45 μm水系膜过滤，选择2 mm光径玻璃比色皿，利用紫外-可见分光光度计分别测定其在440、530 nm和600 nm波长处的吸光度，纯水作为对照，计算各供试样品的CIELab参数，并用处理组与对照组的L*、a*、b*值计算ΔE*值[24]。

1.4 数据处理

每个处理重复3 次，采用Microsoft Office 2007 Excel软件对数据进行计算，结果以±s表示，并用SPSS 20.0（Chicago，IL，USA）软件进行ANOVA分析，P＜0.05，差异显着。

2 结果与分析

2.1 酿酒基本理化指标

表1 葡萄醪及葡萄酒中常规理化指标Table 1 Physicochemical parameters of musts and red wines

如表1所示，发酵前葡萄醪和发酵后葡萄酒理化指标的测定结果均符合GB/T 15037—2006《葡萄酒》对干红葡萄酒的质量要求。发酵前葡萄醪的总糖和总酸含量说明样品具有良好的成熟度，发酵后的各样品总糖质量浓度均低于4 g/L，乙醇体积分数在12%以上，符合干红葡萄酒的基本要求。此外，总酸质量浓度在5.90～6.20 g/L之间，挥发酸质量浓度低于1.0 g/L，说明各处理在整个发酵过程中工艺操作控制一致，并且卫生管理满足生产要求。SO2含量及pH值等方面均符合国家标准对于干红葡萄酒的规定。对于葡萄酒中关键的理化指标如总糖、总酸、pH值，添加辅色素后并不会对其造成显着影响，综上，不同组的总体情况满足后续分析测定的基本要求。

2.2 添加黄酮醇辅色素对颜色的影响

图1 处理组和对照组在发酵和陈酿过程中颜色参数Fig.1 Color parameters in experimental and control groups during winemaking and aging

由图1可知，经过发酵和陈酿后，对照组和不同处理组的L*、a*、b*值都发生了明显的变化。在发酵过程中，随着葡萄中花色苷与非花色苷酚类物质浸出，L*值逐渐下降，a*值升高，乙醇发酵结束为最值点；在陈酿过程中，L*值先持续上升后略微下降，a*值下降；而b*值在不同的阶段均呈现上升趋势。在整个发酵和陈酿过程，总体视觉效果表现为酒体颜色加深，黄色色调显着增多，颜色更加饱满。

从图1可得，4 组样品具有类似的颜色变化趋势，但黄酮醇类物质处理组显示出更好的颜色。在苹果酸-乳酸发酵结束时，杨梅酮、山柰酚和槲皮素处理组比对照组的L*值分别低了9.03%、5.03%、4.11%，具有显着性差异（P＜0.05）；而a*值分别高出8.65%、3.86%和0.86%，杨梅酮处理组与对照组具有显着性差异（P＜0.05）；处理组的b*值高出对照组89.92%、83.21%和130.22%，有更多的黄色色调。添加辅色素后颜色更深、红色色调更多，适宜的黄色调也可以使酒体更加鲜艳饱满[25]，这说明辅色素在发酵过程对提升酒体颜色具有一定的积极作用。苹果酸-乳酸发酵结束时，处理组能够观察到明显的色差，不同组的色差值ΔE*分别为7.1（杨梅酮）、4.19（山柰酚）和4.31（槲皮素），当ΔE*值大于2.7时人眼就能辨别出差异[26]。

在陈酿过程中，各组L*值升高、a*值降低，酒体颜色由鲜艳的紫红色和宝石红逐渐向瓦红和砖红色转变，这主要是葡萄酒中花色苷类物质会发生一定程度的氧化降解或者衍生而导致酒体红色色调的损失[27-28]。另外b*值不断升高，可能是由于具有橙/黄色色调的吡喃花色苷[29]逐渐形成。从图1可知，桶储12 个月时，杨梅酮、山柰酚处理组具有相对较低的L*值和较高的a*值，同时处理组b*值的升高速度明显小于对照组；瓶储12 个月时，处理组的a*值均显着高于对照组（P＜0.05），红色色调更多，杨梅酮、槲皮素处理组L*值更低，颜色更深。已有研究表明，发酵前添加黄酮醇类化合物而引起的辅色反应，在一定程度上能缓解酒体在陈酿期间颜色色度的浅化现象[10]。无论是桶储还是瓶储12 个月，杨梅酮处理组都有明显的色差（ΔE*＞2.7），具有相对较好的颜色表现。

2.3 添加黄酮醇辅色素对干红葡萄酒中花色苷辅色效应的影响

图2 处理组和对照组在发酵和陈酿过程中葡萄酒辅色化率的变化Fig.2 Co-pigmentation ratio in experimental and control groups during winemaking and aging

干红葡萄酒中的花色苷一般以辅色、游离以及聚合3 种形式存在，其对于酒的颜色具有重要作用，图2为不同阶段辅色花色苷比率、游离花色苷比率和聚合花色苷比率的变化。对于辅色花色苷比率，在发酵阶段总体没有明显变化。发酵起始时，槲皮素处理组的辅色花色苷比率低于对照组，但其他处理组与对照之间没有显着性差异（P＞0.05）；而乙醇发酵和苹果酸-乳酸发酵结束时，杨梅酮处理组都显着高于对照组的辅色花色苷比率（P＜0.05），但山柰酚、槲皮素处理组并没有较高的比率，因此在发酵过程中添加杨梅酮的处理组具有更强的辅色能力，这可能与它们的稳定性和结构差异有关[18]。桶储12 个月后4 组样品的辅色花色苷比率均略有升高，有效的 “花色苷-辅色素”复合物的形成，对干红葡萄酒颜色具有重要的保护作用[30]。但在瓶储12 个月后辅色花色苷比率平均下降了34.98%，杨梅酮、山柰酚处理组的辅色化率显着高于对照处理，这说明所添加的黄酮醇类化合物表现出了一定的辅色作用，但辅色作用会随着陈酿时间的延长而逐渐减弱[31]。同时推测在瓶储后期，酒体中的花色苷向更大分子质量的聚合花色苷衍生物转变。

在瓶储前的不同阶段，游离花色苷比率均呈不断下降趋势，这是由于红葡萄酒中游离态花色苷的性质不稳定，易发生氧化、降解或聚合等反应而逐渐减少[32]。如图2所示，在苹果酸-乳酸发酵结束时，杨梅酮、槲皮素处理组的游离花色苷比对照组分别低41.77%、15.91%，表现出显着性差异（P＜0.05）。桶储阶段大量游离花色苷的降解以及复杂的反应使其比率急剧下降，随后在瓶储阶段游离花色苷比率有所回升，可能是长时间陈酿后形成的辅色复合物中的花色苷游离或分解出来。在发酵和陈酿整个过程中处理组的游离花色苷含量整体低于对照组，分析是由于酒体中游离花色苷与添加的黄酮醇类化合物形成了更多的“花色苷-黄酮醇”复合物[33]，更多的花色苷处于辅色状态，从而影响了酒体中游离花色苷比率。

聚合色素是由酒中花色苷和其他物质逐渐转变生成的，具有抗水化和抗SO2漂白的能力，因而表现出较强的颜色稳定性[34]。在整个过程中，聚合花色苷比率呈明显上升趋势，结合在此期间辅色化率的变化趋势，分析这与辅色反应形成的辅色复合物有关，有研究表明辅色作用可能是形成聚合色素的第一步，这些聚合色素对陈酿型红葡萄酒的颜色稳定起着重要的作用[35]。

2.4 添加黄酮醇辅色素对干红葡萄酒中酚类物质的影响

为更全面地了解发酵前添加黄酮醇辅色素对葡萄酒品质的影响，利用高效液相色谱-质谱联用技术对实验样品的酚类物质进行检测，共鉴定出19 种花色苷类物质（包括4 种单体花色苷、8 种酰化花色苷、7 种吡喃型花色苷）和32 种非花色苷酚类物质（包括黄烷醇类8 种、黄酮醇类17 种、羟基肉桂酸类2 种、羟基苯甲酸类5 种）。

图3 处理组和对照组在发酵和陈酿过程中不同种类花色苷含量变化Fig.3 Contents of anthocyanins in experimental and control groups during winemaking and aging

对于花色苷类物质，在发酵阶段，其含量大幅度升高并在乙醇发酵结束时达到峰值，这是由于果皮和果肉中的酚类物质不断浸提到酒中。苹果酸-乳酸发酵结束时，与冷浸渍结束（乙醇发酵开始）时相比较，对照组总花色苷含量升高了70%，而添加杨梅酮、山柰酚和槲皮素的3 个处理组总花色苷的含量分别升高了151%、101%、106%，升高量显着高于对照组（P＜0.05）。辅色素的添加能够改变花色苷在固液之间的浸渍平衡，形成的辅色复合体加速平衡向液相移动从而更有利于花色苷类物质的浸出[14]。从图3可以看出，4 组样品非酰化、酰化花色苷含量的变化趋势均与总花色苷含量的变化趋势相同，乙醇发酵结束时，杨梅酮处理组的单体、酰化和吡喃花色苷含量均显着高于对照组（P＜0.05），表现出很好的促进花色苷浸提效果。在陈酿阶段，随着时间的延长，葡萄酒中单体花色苷逐渐减少并最终从酒中消失，取而代之的是一些吡喃花色苷等花色苷衍生物，吡喃花色苷如vitisin A和vitisin B通常在乙醇发酵中后期产生，在陈酿最初的几个月达到峰值，随后下降[36-37]。本实验中陈酿12 个月后吡喃花色苷含量较陈酿之前显着性降低，说明此时已经过了峰值点。本实验测得的吡喃花色苷有4-丙酮酸二甲花翠素及其乙酰化衍生物、4-乙醛二甲花翠素单葡萄糖苷及其乙酰化和香豆酰化衍生物、4-乙烯苯酚二甲花翠素单葡萄糖苷及其乙酰化衍生物，这些吡喃型花色苷能使酒体呈现出橙红/黄色调[38]，并具有较强的稳定性。由图3可看出，陈酿后期处理组和对照组中单体、酰化花色苷的含量没有明显差别，而在桶储和瓶储12 个月时，处理组中吡喃花色苷的含量均低于对照组，说明黄酮醇类辅色素的添加并没有减缓干红葡萄酒在陈酿期间花色苷含量的降低，这可能与陈酿时间有关，陈酿时间越久，花色苷和辅色素的含量越低，辅色效应也逐渐减弱[31]。Gutiérrez等[39]研究发现，对于新酿造的来自西班牙的‘丹魄’、‘赤霞珠’和‘西拉’葡萄酒，辅色化程度大约占32%～45%，但这一程度随陈酿时间的延长而逐渐下，陈酿9 个月后，辅色化程度基本消失（0%～5%）。

图4 处理组和对照组在发酵和陈酿过程中非花色苷酚类物质含量变化Fig.4 Contents of non-anthocyanin phenolics in experimental and control groups during winemaking and storage

对于非花色苷酚类物质，由图4可知，在发酵阶段，黄烷醇总含量呈上升趋势。乙醇发酵结束时，杨梅酮、山柰酚、槲皮素处理黄烷醇含量比对照组分别高出11.65%、4.15%、1.17%；苹果酸-乳酸发酵结束时处理组的黄烷醇总量也高于对照组，说明辅色素处理在一定程度上有利于酒中黄烷醇的浸出。黄酮醇类物质在发酵期间的变化趋势与花色苷相似，苹果酸-乳酸发酵结束时杨梅酮、山柰酚、槲皮素处理组的黄酮醇含量分别高出对照组32.22%、14.40%、17.29%，具有显着性差异（P＜0.05）。同时，羟基苯甲酸和羟基肉桂酸这两类酚酸的含量在发酵阶段持续增加，发酵结束时处理组比对照组的总酚酸含量平均高出13.31%。研究表明羟基肉桂酸或其脱羧产物可与花色苷共价反应形成吡喃花色苷，从而有利于维持红葡萄酒的颜色稳定性。陈酿阶段，4 组样品的非花色苷酚类含量不断减少，处理组的黄酮醇、黄烷醇和酚酸类物质含量均高于对照组，较多的非花色苷酚有助于陈酿期间葡萄酒颜色稳定。

2.5 颜色与辅色、游离和聚合花色苷比率之间的相关性分析

图5 基于Pearson相关性分析的CIELAB参数、游离、辅色和聚合花色苷比率的聚类热图Fig.5 Clustered correlation heatmap between CIELAB color parameters and free, co-pigmented and polymeric anthocyanin ratio based on Pearson correlation analysis

为进一步分析葡萄酒颜色与辅色、游离和聚合花色苷比率之间的关系，将苹果酸-乳酸发酵结束和瓶储12 个月的CIELab颜色参数与辅色花色苷比率、游离花色苷比率和聚合花色苷比率进行Pearson相关性分析，结果以热图展现，颜色从红色到蓝色变化，表示从强的正相关性到强的负相关性变化。由图5可看出，a*值与辅色花色苷比率有较显着的正相关性，L*、b*值与辅色花色苷比率呈负相关，因为辅色花色苷比率值越大，处于辅色化状态的花色苷越多，则贡献的红色色调越多[20,40]，颜色越深，则a*值越大、L*值越小。也说明一定的辅色作用有利于颜色的表现，具有一定的增色效应，与之前的研究结果一致[14]。a*值与聚合花色苷比率有显着负相关性，b*值与聚合花色苷比率有显着正相关性，这主要是因为聚合花色苷比率值大，聚合花色苷含量多，带来了更多的黄色色调，红色色调减少，所以a*值减小，b*值升高。游离花色苷比率与L*值的相关性不大，说明游离花色苷对葡萄酒色度的贡献上不如处于辅色化状态的花色苷；游离花色苷比率与b*值有显着负相关，说明游离花色苷比例的下降会造成b*值的上升，造成葡萄酒的色调变黄，这极有可能是因为游离花色苷参与了聚合反应，生成了色调偏黄的聚合色素[33,40]，而这一过程在葡萄酒发酵和陈酿的过程中均能进行。

3 结 论

外源添加杨梅酮、山柰酚和槲皮素3 种黄酮醇辅色素后，在发酵阶段，相比于对照组，添加杨梅酮的红葡萄酒辅色花色苷比率、酚类物质含量和a*值都更高，L*值较低，说明添加杨梅酮辅色素有利于增强红葡萄酒中花色苷的辅色效应，促进酚类物质的浸出，增加酒体的红色色调和酒体色度；在陈酿阶段，辅色素处理组a*值较高、L*值较低、b*值升高较慢和辅色花色苷比率更高，这都说明辅色素有利于葡萄酒陈酿期间颜色的维持和稳定。但瓶储12 个月后辅色花色苷比率下降到10%～15%左右，说明随着陈酿时间的延长，花色苷和辅色素的含量逐渐下降导致辅色效应也相应减弱。综上，在发酵前添加黄酮醇类物质可以增强红葡萄酒的辅色作用，使得酒体产生更好的颜色表现，特别是添加杨梅酮的葡萄酒表现出更优的辅色能力。